КАРТОЧКА ПРОЕКТА,
ПОДДЕРЖАННОГО РОССИЙСКИМ НАУЧНЫМ ФОНДОМ

Информация подготовлена на основании данных из Информационно-аналитической системы РНФ, содержательная часть представлена в авторской редакции. Все права принадлежат авторам, использование или перепечатка материалов допустима только с предварительного согласия авторов.

 

ОБЩИЕ СВЕДЕНИЯ


Номер 18-76-00027

НазваниеРазработка новых подходов в оценки токсичности пестицидов для насекомых-опылителей

РуководительСыромятников Михаил Юрьевич, Кандидат биологических наук

Организация финансирования, регионфедеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Воронежский государственный университет", Воронежская обл

Срок выполнения при поддержке РНФ 07.2018 - 06.2020 

КонкурсКонкурс 2018 года по мероприятию «Проведение инициативных исследований молодыми учеными» Президентской программы исследовательских проектов, реализуемых ведущими учеными, в том числе молодыми учеными

Область знания, основной код классификатора 06 - Сельскохозяйственные науки, 06-104 - Агробиотехнологии

Ключевые словаПестициды, опылители, биоэнергетика, токсичность, молекулярная мишень действия, эффективность, дифференцированное действие, безопасность.

Код ГРНТИ68.37.00


СтатусУспешно завершен


 

ИНФОРМАЦИЯ ИЗ ЗАЯВКИ


Аннотация
В настоящее время актуальной проблемой является поиск средств защиты растений, которые были бы эффективны против вредителей и безвредны для насекомых- опылителей. Использование таких средств защиты как в теплицах, так и в открытом грунте, позволит увеличить урожайность с одновременным повышением экологичности продукции. Однако за последние годы становится очевидным резкое снижение численности шмелей и пчел. Данный процесс является вопросом продовольственной безопасности, поскольку насекомые-опылители опыляют 75% всех культур, употребляемых в пищу человеком. Главными причинами снижения количества опылителей считается, главным образом, широкое использование пестицидов, которые оказывают токсический эффект на нецелевые организма, в том числе и опылителей. На сегодня рынок коммерческих средств защиты предлагает ряд пестицидов нового поколения, которые не должны воздействовать на насекомых-опылителей. Однако, как правило, в основе токсикологических исследований сегодня лежит оценка процента гибели насекомых (LD50). При этом не учитывается их физиологическая активность после обработки пестицидом. Это особенно важно для летающих насекомых-опылителей, для которых сохранение способности к полету является важнейших свойством, способствующим опылению растений. Этот процесс напрямую связан с функционирование митохондрий и способность обеспечивать АТФ летательные мышцы. На данный момент не разработаны автоматизированные методы оценки полетной активности поллинаторов, практически полностью отсутствуют комплексные исследования функционирования митохондрий для коммерчески значимых насекомых-опылителей. Без понимания этих процессов невозможно создание инсектоакарицидов дифференцированного действия. Исследования целостных митохондрий позволит оценить влияние пестицидов на белковые компоненты митохондрий, а так же оценить на мутационную нагрузку на генетический аппарат насекомых-опылителей. Целью проекта является выявление физиолого-биохимических основ рационального применения для колоний насекомых опылителей средств химической защиты растений нового поколения (биоразлагаемые пестициды с селективным спектром действия). В ходе реализации проекта мы планируем разработать и оптимизировать для пчел (Apismellifera) шмелей (Bombus terrestris) способ оценки полетной активность и генотоксичности пестицидов для митохондриальной ДНК. Использование в качестве мишени митохондриальной ДНК обусловлено тем, что она в меньшей степени, чем ядерная ДНК защищена от влияния внешних факторов и имеет менее совершенные системы репарации. При этом она кодирует субъединицы дыхательной цепи митохондрий, т.е. белковые компоненты, которые напрямую отвечают за поддержание энергетического гомеостаза и полетной активности. На первом этапе исследования будет исследован ряд классических коммерчески-доступных и широко применяемых пестицидов с целью оптимизации методов оценки полетной активности насекомых, определения генотоксичности и влияния пестицидов на биоэнергетику митохондрий. В течение второго года проекта планируется провести полноценный скрининг не менее 10 потенциальных новых фунгицидов и пестицидов, синтезированных в НИИ Органической химии им. Н.Д. Зелинского. Тестирование будет включать в себя 3 основных этапа: изучение действия пестицидов на изолированных митохондриях шмелей и медоносных пчел; определение LD50 (как контактного, так и полученного в ходе питания), а так же комплексный анализ генотоксичности пестицидов. С помощью секвенирования нового поколения нами будет оценено влияние пестицидов на микробиом шмелей. Все полученные нами результаты будут принципиально новыми. В настоящее время наблюдается экспоненциальный рост публикаций по влиянию пестицидов на насекомых, в особенности сконцентрированных на молекулярных механизмах их резистентности к тем или иным токсикантам. Учитывая экономическую-значимость объекта исследования, мы ожидаем, что полученные нами данные будут иметь высокий публикационный потенциал.

Ожидаемые результаты
В течение первого года исследований планируется разработка и оптимизация метода оценки генотоксичности пестицидов и их влияния на полетную активность насекомых-опылителей. Будут использованы пестициды, для которых предварительно будет установлено значение LD50 и будет изучено их влияние на митохондриальную дыхательную цепь, такие как ротенон, пенконазол, циперметрин, имидоклоприд, малатион, эсфенвалерат, дитианон, дифеноконазол, метрибузин, дельтаметрин. Предварительно будет разработан методы выделения интактных митохондрий из летательных мышц медоносных пчел. Будет оценена скорость дыхания митохондрий медоносных пчел в присутствии различных субстратов для дыхания (пируват, малат, глутамат, пролин, сукцинат, альфа-глицерофосфат), АДФ, а также при действии классических ингибиторов ЭТЦ (ротенон, антимицин, цианид и др.). Кроме того, будет выявлены зависимости величины мембранного потенциала митохондрий пчел от действия субстрата для дыхания митохондрий, ингибиторов ЭТЦ и разобщителей митохондриального дыхания (2,4-динитрофенол, СССP). Будет разработана методика, оценивающая полетную активность насекомых. Устройство для автоматической регистрации полетной активности насекомых будет включать в себя прозрачную камеру с источником света, который включает в себя диапазон ближней ультрафиолетовой области, а также соответствующее программное обеспечение. Следующим этапом будет оптимизация метода детекции окислительных повреждений мтДНК с помощью метода ПЦР длинных фрагментов. Мы ожидаем, что такие пестициды, как ротенон, пенконазол, циперметрин, имидоклоприд, малатион, эсфенвалерат, дитианон, дифеноконазол, метрибузин, дельтаметрин будут вызывать значительные повреждения в мтДНК. В случае, если какой-либо из пестицидов не будет вызывать одно цепочечные разрывы будет оценено количество окисленных оснований гуанидина (8-oxoG). Каждый пестицид будет протестирован в различных концентрациях: от 1% до 100% от значения LD50. Эти результаты помогут разработать алгоритм выбора концентрации пестицида для исследования во время второго года работы. В течение второго года проекта планируется провести полноценный скрининг не менее 10 новых потенциальных фунгицидов и пестицидов, синтезированных в НИИ Органической химии им. Н.Д. Зелинского, действие которых основано на перекисном окислении клеток. Тестирование включает в себя 3 этапа. Первый включает в себя изучение действия пестицидов на изолированные митохондрии шмелей и пчел (по методикам разработанным в первый год выполнения проекта). Будет оцениваться способность ингибировать комплексы дыхательный цепи митохондрий, разобщать внутреннюю мембрану митохондрий, ингибирования транспорта ионов через внутреннюю мембрану митохондрий, производства активных форм кислорода. После этого пестициды будут разделены на соответствующие классы: ингибиторы комплексов дыхательной цепи митохондрий, разобщители, ингибиторы мембранных транспортеров, соединения с неустановленным эффектом на митохондрии. На втором этапе будет определяться LD50, как при контактном действии пестицидов, так и при потреблении пестицидов насекомыми вместе с инвертированным сахарным сиропом (55-65%). Третий этап включает комплексный анализ генотоксичности пестицидов и его влияние на полетную активность насекомых. Параллельно с этим с помощью датчиков кислорода и углекислого газа будет оцениваться скорость дыхания насекомых в состоянии покоя и при нагрузке. Мы можем предполагать, что пестициды способны не только снижаться скорость дыхания, но и изменять значение дыхательного коэффициента (RQ = скорость эмиссии CO2 / скорость потребления O2). После тестирования насекомые будут умерщвлены для дальнейших исследований. Будет оцениваться изменение активности ключевых митохондриальных ферментов (сукцинатдегидрогеназы, аконитатгидратазы, цитратсинтетаза, малатдегидрогеназы, альфа-кетоглутаратдегирогеназы, изоцитратдегидрогеназы). Мы планируем классифицировать новые пестициды по отношению к повреждениям мтДНК. Будут выделены следующие классы: особо токсичные, умеренно-токсичные, нетоксичные. Также будет оцениваться корреляция генотоксичности пестицидов с их влиянием на полетную активность и метаболические изменения на уровне активности ферментов и биоэнергетических показателей изолированных митохондрий. Кроме того, с помощью секвенирования нового поколения на платформе Ion torrent (метабаркодинг ДНК) планируется исследование влияния новых пестицидов на видовое и количественное изменение микробного состава кишечника шмелей.


 

ОТЧЁТНЫЕ МАТЕРИАЛЫ


Аннотация результатов, полученных в 2018 году
В ходе реализации проекта была разработана процедура выделения митохондрий из летательных мышц пчел (Аpis mellifera L.). Нами была установлена наиболее оптимальная схема измельчения и гомогенизации тораксов пчел. Необходимо использовать гомогенизатор типа Dounce (стеклянный стакан – стеклянный пестик) объемом 15 мл с пестиком, который свободно перемещался (“loose pestle A”, величина зазора 0.1-0.18 мм). Кроме того, необходимо использовать сахарозную среду. Установлена скорость дыхания митохондрий пчел при использовании различных субстратов. Наибольшая скорость дыхания в отсутствии ADP наблюдалась при дыхании с использованием FADH2-зависимого субстрата – α-глицерофосфата (357.97±44.7 нмоль/мин/мг белка). Наибольшее значение дыхательного контроля было отмечено при использовании в качестве субстрата для дыхания пирувата (12.71±2.5), и при использовании комбинации пирувата с глутаматом (9.67±1.34), с пролином (8.62±1.7) и малатом (8.33±1.5). При тестировании классических ингибиторов ЭТЦ митохондрий: ротенон, антимицин, цианид, миксотаизол и азид нами не были найдены существенные отличия в механизмах их действия по сравнению с классическими объектами исследования митохондрий – митохондрии печени и сердца крыс. При тестировании действия пестицидов (дельтаметрин, имидоклоприд, метрибузин, эсфенвалерат, дифеноконазол, пенконазол, малатион, ротенон, дитианон и циперметрин) на скорость дыхания митохондрий было установлено, что наиболее сильными ингибиторами митохондриального дыхания на NADH-зависимых субстратах являются ротенон, дифеноконазол и дитианон. Стоит отметить, что остальные пестициды, кроме имидоклоприда, в максимально возможных физиологических концентрациях также частично ингибировали дыхание на NADH-зависимых субстратах. В подтверждении измерению скорости дыхания мы показали, что изолированные митохондрии пчел формируют устойчивый мембранный потенциал, который разобщается за счет добавления 2,4-ДНФ и СССР. Добавление ротенона, антимицина, миксотиазола, цианида и азида при дыхании митохондрий на NADH-зависимых субстратах полностью блокировало формирование мембранного потенциала вследствие их ингибиторного действия на дыхание митохондрий. Стоит отметить, что при использовании сукцината в качестве субстрата мембранный потенциал не образовался. При тестировании влияния пестицидов на мембранный потенциал не были установлены разобщители митохондриального дыхания. Мы обнаружили, что наибольшая продукция H2O2 (в процентном отношении от скорости потребляемого кислорода) при отсутствии ADP наблюдается при дыхании субстратов, имеющих в составе малат. При дыхании только на малате 2.6±0.5% потребляемого O2 превращается в H2O2. Также большое количество H2O2 продуцируется на пируват-индуцированном дыхании – 1.8±0.2% и дыхании на α-глицерофосфате – 2.6 ± 0.5%. При фосфорилирующем дыхании (в присутствии ADP) при дыхании на всех NADH-зависимых субстратах значительно сокращается доля продуцируемой H2O2. Целостные митохондрии летательных мышц пчел практически не способны окислять ди- и трикарбоновые кислоты, что свидетельствует о чрезвычайно низкой (или полностью отсутствующей) активности ди- и трикарбоксилатного переносчика во внутренней мембране митохондрий. Было обнаружено, что митохондрии пчел не способны поглощать Ca2+. В ответ на добавление Ca2+ происходит увеличение флуоресценции CaGr, но не происходит последующего снижения флуоресценции, которое соответствовало бы поглощению Ca2+ митохондриями. Соответствующие данные были получены и при измерении мембранного потенциала. Добавление экзогенного Ca2+ к интактным митохондриям пчел не приводило к изменению мембранного потенциала. При исследовании влияния широко применяемых пестицидов на смертность шмелей нами было выбрана система оценки токсичности, которая заключается в контактном действии пестицидов. ЛД50 составило: дельтаметрин – 0,0021%; имидоклоприд – 0,0004%; метрибузин – свыше 0,1%; эсфенвалерат – 0,0008%; дифеноконазол – 0,006%; пенконазол – 0,08%; малатион – 0,002%; ротенон – 0,09%; дитианон – свыше 0,1%; циперметрин – 0,0042%. Таким образом, для шмелей наиболее опасными являются имидоклоприд и эсфенфалерат. Следует избегать обработки данными пестицидами сельскохозяйственных растений, которые опыляются шмелями. Была исследована генотоксичность пестицидов. Мы подобрали 3 пары праймеров, которые амплифицируют три протяженных фрагмента мтДНК Bombus terrestris для оценки количества повреждений. Мы установили, что оптимальная температуры элонгации составляет 66ºС. Для валидации данного метода мы индуцировали повреждения мтДНК за счет добавления пестицидов к изолированным митохондриям в присутствии дыхательных субстратов. Мы показали, что ротенон вызывает наиболее сильные повреждения мтДНК, в меньшей степени повреждения вызывало добавление дитианона. Дифеноконазол вызывал значительные повреждения, однако, только в 1 и 3 фрагментах. Следующим этапом являлось определение генотоксичности пестицидов после их попадания на поверхность тела шмеля. Среди ингибиторов комплекса I ЭТЦ только ротенон стабильно повреждает все три митохондриальных фрагмента. Дифениканозол повреждал главным образом только 3 фрагмент мтДНК, в то время как в остальных фрагментах статистически достоверных различий по сравнению с контролем не было найдено. Дитианон приводил к статистически достоверному увеличению количества повреждений мтДНК во 2 и 3 фрагменте. Удивительным выглядит тот факт, что ряд пестицидов, таких как малатион, пенконазол, имиодоплоприд вызывают снижение количества повреждений во всех фрагментах мтДНК по сравнению с контролем. Мы можем предположить, что данные пестициды могут специфически повреждать те фрагмента мтДНК, которые не покрываются нашей панелью праймеров. В результате этого происходит расслабление суперспиральной конформации мтДНК, что приводит к тому, что Encyclo-полимеразе проще связываться с мтДНК, в результате этого упрощается амплификация фрагмента. По этой причине при пересчете мы наблюдаем отрицательное количество повреждений. Другой вероятной причиной расслабления суперспиральной конформации мтДНК является активация процессов митохондриального биогенеза. Во время репликации мтДНК находится в более расслабленном состоянии, что так же может приводить к ложному «сокращению» количества повреждений мтДНК. Для доказательства данного предположения мы с помощью количественной ПЦР измерили уровень мтДНК (количество копий) относительно ядерной ДНК. Действительно, малатион, имиодоплоприд, пенконазол и метребузин вызывали увеличение количества копий мтДНК. Для всех остальных пестицидов не было выявлено увеличения количества копий митохондрий, за исключением дельтаметрина. Другим важным аспектом, который влияет на полетную активность является центральная нервная система шмеля. Мы протестировали ряд пестицидов, вызывающих наибольшую смертность шмелей, и обнаружили, что данные пестициды сильно повреждают первый фрагмент мтДНК в головах насекомых. Дифеноконазол, эсфенвалерат и малотион повреждают второй фрагмент мтДНК. Окисление имидазольного кольца пуриновых оснований также подвержена окислительным повреждениям в результате чего образуются 8-oxoA 8-oxoG. Для индукции разрыва цепи ДНК в месте 8-oxoG мы использовали фермент FPG, который специфичен к данной модификации гуанина. Ни для одного из пестицидов не было выявлено увеличение количество повреждений по сравнению с ДНК, не обработанной FPG. Кроме того, в ходе первого года реализации проекта было разработано устройство для автоматической регистрации полетной активности шмелей и пчел.

 

Публикации

1. Гуреев А.П., Шафоростова Е.А., Попов В.Н., Старков А.А. Methylene blue does not bypass Complex III antimycin block in mouse brain mitochondria FEBS letters, 593, 499–503 (год публикации - 2019).


Аннотация результатов, полученных в 2019 году
Нами были продолжены исследования по изучению генотоксичности пестицидов для насекомых-опылителей. С помощью разработанного в первый год реализации проекта метода нами была дополнительно протестирована группа пестицидов, которые имеют мишени в митохондриях, а также вновь синтезированные пестициды – синтетические пероксиды. Показано, что группа митохондриальных пестицидов вызывает меньшее количество повреждений мтДНК, чем группа пестицидов широко спектра действия, исследованная нами в течение 1 года реализации проекта. Среди синтетических пероксидов не было выявлено увеличение количества повреждений мтДНК. Ни один из пестицидов статистически достоверно не снижал активность ключевых ферментов катаболизма насекомых-опылителей. Тенденция к ингибированию активности сукцинатдегидрогеназы и цитратсинтазы была показана только для шмелей, употреблявших сироп с добавлением митохондриально-направленных пестицидов. При исследовании влияния пестицидов на полетную активность было выявлено, что шмели, которые контактировали с фунгицидами дифеноконазолом и пенконазолом снизили полетную активность в 1,4 и 1,3 раза соответственно. Инсектицид имидоклоприд в сублетальных концентрациях снизил полетную активность в 2,8 раза. Наибольший эффект на полетную активность показал эсфенвалерат, после контакта шмелей с этим инсектицидом в сублетальных дозах полетная активность шмелей снизилась в 12,5 раз. После контакта шмелей с циперметрином и дельтаметрином полетная активность шмелей также снизилась в 2,2 и 2,7 раза соответственно. Дитианон, малатион, ротенон и метрибузин не вызвали статистически значимого снижения полетной активности шмелей по сравнению с контролем. На следующем этапе нами было исследовано влияние 10 новых потенциальных пестицидов, включая 7 синтетических циклических пероксидов. Было установлено, что синтетические пероксиды не снижают скорость дыхания митохондрий летательных мышц шмелей и пчёл. Новые пестициды, имеющие группу –CN в структуре, незначительно снижали скорость дыхания митохондрий. Один из таких пестицидов (1-methyl-2,5-dithiocyanato-1H-pyrrole) приводил к снижению скорости продукции активных форм кислорода на 16% в митохондриях летательных мышц пчёл и на 21% в митохондриях летательных мышц шмелей, а также приводил к незначительному снижению мембранного потенциала. Другие пестициды не привели к изменению мембранного потенциала митохондрий летательных мышц шмелей и пчёл. В целом, синтетические пероксиды не оказали какого-либо влияния на биоэнергетические параметры митохондрий летательных мышц шмелей и пчёл. Нами было оценено влияние новых пестицидов на уровень смертности шмелей (ЛД50). Было установлено, что (1s,4s)-7-hexyl-1,4-dimethyl-2,3,5,6-tetraoxabicyclo[2.2.1]heptane имеет ЛД50 при концентрации пестицида в растворе равной 0,42%. (1s,4s)-7-adamant-1-yl-1,4-dimethyl-2,3,5,6-tetraoxabicyclo[2.2.1]heptane имел ЛД50 равной 0,54%. Пестицид 1-methyl-2,5-dithiocyanato-1H-pyrrole имел ЛД50 равной 0,11%. Для остальных пестицидов ЛД50 составило свыше 1%. Таким образом, можно утверждать, что новые пестициды в максимально возможных физиологических концентрациях не вызывают гибель шмелей. Также нами было оценено влияние новых пестицидов на скорость дыхания шмелей и величину дыхательного коэффициента. Дыхательный коэффициент в контрольной группе шмелей составил 0.94. При контакте шмелей с пестицидами дыхательный коэффициент не менялся. После контакта шмелей с пестицидами мы также не наблюдали снижение общей скорости дыхания шмелей. Более того, после контакта с тремя пестицидами из группы синтетических пероксидов наблюдалось небольшое повышение скорости дыхание. Возможно, повышение скорости дыхания шмелей связано с активацией окислительного метаболизма шмелей при действии на них циклических пероксидов. В ходе проведения экспериментов было выявлено, что синтетические пероксиды, а также два непероксидных пестицида не снижали полетной активности шмелей. Однако полетную активность шмелей на 24% снизило вещество 1-methyl-2,5-dithiocyanato-1H-pyrrole из группы новых пестицидов. Была оценена возможность применения синтетических пероксидов для лечения грибковой болезни шмелей и пчёл – аскофероза (возбудитель Ascosphaera apis). Было выявлено, что два пестицида – синтетического пероксида в концентрации 0,03% ингибировали рост патогенного гриба на 100%. Таким образом, эти синтетические пероксиды являются потенциальными агентами для лечения аскофероза шмелей и пчёл, которые при этом безопасны для насекомых-опылителей. При проведении сравнительного анализа была обнаружена положительная корреляция между полетной активностью и скоростью митохондриального дыхания для эсфенвалерата (rs=0,38, p<0,05) и дельтаметрина (rs=0,51, p<0,05). Также были установлены отрицательные корреляции между уровнем повреждений мтДНК и полетной активности для пеноканозола (p= -0.31, p<0.05), дельтаметрина (rs= -0,42, p<0,05) и имидоклоприда (rs= -0,37, p<0,05). С помощью высокопроизводительного секвенирования на платформе Ion torrent PGM в кишечнике шмелей были идентифицированы бактерии: Lactobacillus apis, Cutibacterium acnes, Peptostreptococcus russellii, Noviherbaspirillum massiliense, Bombiscardovia coagulans, Devosia albogilva, Bifidobacterium commune, Nocardioides soli, Brevundimonas bacteroides, Rheinheimera mesophila, Limnobacter thiooxidans, Empedobacter falsenii. При кормлении пестицидами нами не было отмечено статистически значимого отклонения в относительной обильности бактерий в кишечнике шмелей. Наблюдалось общее сокращение «ридов» секвенирования (на 22%) в кишечнике шмелей, которые потребляли сироп с пестицидом №7 (1-methyl-2,5-dithiocyanato-1H-pyrrole), что свидетельствует об общем сокращении биомассы бактерий в кишечнике шмелей. Отсутствие негативного действия новых пестицидов на бактерий было подтверждено нами на культурах грамположительных и грамотрицательных бактерий in vitro. Этим объясняется отсутствие влияния новых пестицидов на микробиом шмелей. Таким образом, новые пестициды избирательно действуют на эукариотические микроорганизмы, что позволяет их применять в качестве фунгицидов. В завершении нами был разработан биологический тест для анализа остаточных токсических веществ в тепличных неорганических субстратах с помощью микроколоний шмелей. Нами было установлено, что наиболее объективным показателем токсичности субстратов являлся индекс развития расплода. Была разработана балльная система оценки, основанная на скорости развития шмелей, а также смертности взрослых шмелей и личинок. Сумма баллов, набранных при тестировании, служит оценкой степени токсичности испытуемого субстрата. Разработанный метод позволит оценивать степень токсичности неорганических субстратов в крупных тепличных комбинатах для оптимизации опылительной активности насекомых. Запланированные задачи на 2 год реализации проекта выполнены в полном объеме. По итогам второго года реализации проекта опубликовано 3 статьи, индексируемые в Web of Science и Scopus; 1 статья входят в первый квартиль (Q1).

 

Публикации

1. Попов В.Н., Сыромятников М.Ю. Молекулярная генетика в современных агробиотехнологиях Воронеж: ВГУИТ (монография), - (год публикации - 2019).

2. Савинкова О.В., Деревщикова М.И., Сыромятников М.Ю., Попов В.Н. Влияние новых фунгицидов на значимые для пчеловодства и шмелеводства микроорганизмы Организация и регуляция физиолого -биохимиче ских процессов: Межрегиональный сборник научных работ, Вып. 21, С. 191-195 (год публикации - 2019).

3. Сыромятников М.Ю., Гуреев А.П., Виткалова И.Ю, Старков А.А., Попов В.Н. Unique features of flight muscles mitochondria of honey bees (Apis mellifera L.) Archives of insect biochemistry and physiology, Том 102, № 1, С. e21595 (год публикации - 2019).

4. Сыромятников М.Ю., Гуреев А.П., Михайлов Е.В., Паршин П.А., Попов В.Н. Pesticides effect on the level of mtDNA damage in bumblebees heads (Bombus terrestris L.) Periodico Tche Quimica, Т. 17 (№ 34), С.395-402 (год публикации - 2020).

5. Яременко И.А., Сыромятников М.Ю., Радулов П.С., Белякова Ю.Ю., Фоменков Д.И., Попов В.Н., Терентьев А.О. Cyclic synthetic peroxides inhibit growth of entomopathogenic fungus Ascosphaera apis without toxic effect on bumblebees Molecules, 25(8), 1954 (год публикации - 2020).


Возможность практического использования результатов
В ходе реализации проекта нами был проведен скрининг широкого круга пестицидов на предмет токсичности для насекомых-опылителей, при этом мы указали какие из пестицидов наиболее опасны. Результаты этого скрининга можно использовать как рекомендации по рациональному использованию пестицидов совместно с насекомыми, которые опыляют растения. Разработанный нами метод оценки генотоксичности пестицидов можно использовать для раннего обнаружения токсического воздействия ксенобиотиков на насекомых-опылителей. Кроме того, мы установили, что синтетические пероксиды являются потенциальным безопасным для шмелей и пчёл средством для лечения аскофероза.